1. 培養基的配制注意事項

植物組織培養經常用到 MS 培養基，包含十幾種化合物。因為有些化合物相遇會發生化學反應產生沉淀，影響培養基的營養成分，準備 MS 培養基需要配制多種高倍母液。且配制母液時，尤其涉及大量元素的母液時，一定要等一種成分溶解之后，再緩慢的添加另一種成分，切記「一鍋煮」，即不能將各種化合物一齊添加進去。可選用MS 培養基基鹽在自行加入蔗糖和瓊脂配制 MS 培養基，既經濟，更高效。

2. 滅菌后培養基不凝膠或者凝膠偏軟

植物凝膠、瓊脂都對酸性條件敏感，pH 值低于 5 很難成膠或凝膠偏軟，切記高壓滅菌前調節培養基 pH 值（5.5 - 6.0）。植物凝膠對二價陽離子濃度有要求，也就是相對于 MS 培養基，1 / 2MS 培養基中植物凝膠要適當增加用量。另外滅菌后，倒出培養基前一定將培養基搖勻（帶防燙手套），因為是瓊脂密度大底層含量高，容易造成培養基強度不均勻。選擇 Coolaber 改良 MS 培養基（PM10121，pH5.8±0.2）含蔗糖和瓊脂/植物凝膠，可以省去調 pH 步驟。

3. 水解酪蛋白有酸水解和酶水解之分，在使用過程中有無區別？

水解酪蛋白對胚狀體、不定芽的分化有良好的促進作用，通常用量在 500 mg/L，不管是酸解還是酶解，作用都是一樣的，酶解更有利于發揮其作用。

4. 怎么溶解組培常用植物激素？

IAA、IBA、GA、玉米素、多效唑等應先溶解于少量 95% 的乙醇中，再加水定容配制成母液；如有結晶析出，可考慮用 1 / 10 體積的乙醇溶解后再定容；2，4 -D 易溶于堿性水溶液，可用少量 1mol/L 的 NaOH 溶液溶解后再慢慢加水定容；KT 和 6 -BA 先用少量的 HCL 溶解，再加水定容到一定的濃度。

5. 細胞分裂素使用濃度？

一般情況下在培養基中加入 0.1～10.0 mg/L 的細胞分裂素（6 -BA/KT/ZT)，多數用 1.0～2.0 mg/L，KT 濃度為 0.5～2 mg/L，這個也要根據實驗材料來調整。細胞分裂素可以單獨使用也可以與細胞生長素配合使用。

6. 哪些植物激素能高壓滅菌，哪些不能高壓滅菌。

IBA、NAA、6 -BA、2,4 -D 可高溫高壓滅菌。 IAA、GA3、茉莉酸等不可高溫高壓滅菌，否則會分解失效，該類植物激素配制母液后需用 0.22 微孔濾膜過濾除菌，待培養基冷卻（50 - 60℃）后尚未凝膠前加入混勻。

7. 培養基的 pH 值會凝膠硬度有無影響。

有影響。若將培養基 pH 值調的過高（大于 6），則培養基偏硬，增加接種的阻力，會對外植體造成損傷。若將培養基 pH 值調的過低（小于 4.5），則培養基不能凝固，起不到固定外植體的作用。一般將培養基的 pH 調節至 5.5～6.0 為宜。

8. 滅菌過程會否影響培養基的 pH 值？

培養基中的蔗糖和激素在高溫滅菌過程中容易酸化，培養基 pH 值滅菌后會有所下降，滅菌前培養基的 pH 值偏低可能導致培養基不凝或偏軟。要求偏酸性的培養基可適當增加瓊脂或植物凝膠的用量。

9. 應用 75% 的酒精進行種子消毒的過程中需要注意的問題

種子在消毒過程中使用 75% 的酒精使用應慎重，酒精滲透力強，消毒時間過長會直接影響種子發芽率，所以建議消毒時間不應超過 1 min。

10. 原始繁殖材料的消毒

組培中，作為原始繁殖材料的外植體消毒，直接影響整個培養過程的進行。從室外采回來的外植體需進行消毒，首先用自來水沖洗外植體，沖洗時間可根據采集部位不同而定，一般在 5～15 分鐘即可；關鍵在于在超凈臺中進行藥劑的處理，常用的藥劑處理有 70% 的乙醇溶液、9% 的次氯酸鈉溶液、和 0.1～0.2% 的升-汞溶液，具體可根據實驗材料而定。應注意的是經升-汞滅菌的外植體必須用無菌水沖洗 6～8 次。

11. 怎么處理植物組織培養過程中出現的各種污染？

植物組織培養過程中的污染來源主要分為 3 種，真菌、細菌和組織培養過程中的污染源。在操作過程中，難免有菌落入培養基或植物材料上，而導致污染。另外，不正確操作也會增加污染機率。預防措施：通風，保持室內空氣干燥，紫外殺菌等。污染物品和污染培養基不要在培養室近距離開瓶洗刷。

污染原因判斷：

培養基污染：若污染菌類是零星分散在培養基中，則可確定是人為引起的污染。比如培養基滅菌不干凈，開瓶時間過長，滅菌后存放時間過長等； 高溫蒸汽滅菌器的溫度、壓力、時間沒有正確設置；過濾滅菌過程中濾膜孔徑選擇、過濾滅菌器的滅菌處理、過濾滅菌操作等均會影響培養基的滅菌效果。

措施：嚴格按照實驗要求，滅菌規程操作。

外植體污染：若污染菌類是從材料周圍長起，且發生在 5 天以后，則說明是材料帶的內生菌。可能是接種用具滅菌不干凈，接種時材料被污染；若從培養基以下開始長菌，發生時間較早，且有從里向外的趨勢，則說明是切口引起的污染，原因可能是未剪去兩個切口或者雖剪去切口但是所用器具帶菌；或者是未及時發現污染苗，接種過程中引起交叉污染；

措施：取材時應仔細選擇，以減少污染的發生。

操作環節污染：接種室是否清潔、干燥、密封，是否經常用紫外燈照射、甲醛熏蒸、70% 的酒精噴霧殺菌等；超凈工作臺擺放物品雜亂，長時間不換濾網，導致凈化能力降低；接種用具滅菌不干凈引起污染；操作不正確等。

措施：每次接種前半個小時，用 20% 的新潔爾擦洗室內設備、工作臺面，再用紫外燈照射 20 min。還可以噴灑 70% 的乙醇進行消毒。除了培養基、接種材料、器具和用具保證無菌外，同時在接種時還需要嚴格進行無菌操作。

出現污染后處理措施：

• 真菌污染后，如果已形成孢子，則必須經高壓滅菌后扔掉；若使細菌污染，只要及時發現，將材料上部未感染菌的部分剪下轉接，材料仍可以用。

• 用抗生素等殺菌藥劑的處理。但至今還未發現哪種抗生素能夠對各種菌都有效，并且常常也會影響植物材料的正常生長分化。另一些藥劑，雖有的殺菌效果好，但往往容易引起鹽害，也無法利用。

12. 外植體的選擇

為了使接種后的誘導得以成功，選擇的外植體應該是幼嫩的，處于生長旺盛時期的，而且選擇的外植體的體積不能過小，如若過小則會影響愈傷組織的形成，從而影響進一步的分化。因此，一般接種的外植體體積在 0.5～1.0 cm2 的范圍內即可。最適的為莖尖、帶芽莖段，也可以利用葉子、子葉、根段、花器官組織等。

13. 植物莖段組織培養需要注意哪些問題

以莖段進行組織培養比較容易，一般取植物的嫩莖切段作為外植體，切成 0.5～1 cm 長的小段進行接種，保證每個莖段有一個芽點和一片葉子，將芽點部位以下垂直插入培養基凝膠中進行生根培養。

14. 外植體接種需要注意的操作事項

接種前首*行滅菌消毒，接種所用的鑷子、解剖刀、剪刀等工具需要提前高溫高壓滅菌，提早 10 分鐘打開超凈工作臺，滅紫外 15～20 min，操作人員要用 75% 的酒精棉球擦手、工作臺和器皿，解剖刀和鑷子等隨時擦酒精灼燒，晾涼后備用。在無菌培養皿中或濾紙上切割外植體，接種到培養基表面，注意瓶口傾斜接近酒精燈火焰。

15. 組織培養中材料褐化現象

不同品種以及生理狀態引起的褐化狀態不同。培養基過高濃度的無機鹽及高水平細胞分裂素會使褐化現象加重。培養條件不當，例如光照過強、溫度過高、培養時間過長等，均可使多酚氧化酶的活性提高，從而加重外植體的褐變程度。

防治措施：選擇合適的外植體。選擇生長處于旺盛的外植體，可以使褐變現象明顯減輕。合適的培養條件，無機鹽成分、植物生長物質水平、適宜溫度、及時繼代培養均可以減輕材料的褐變現象。使用抗氧化劑，在培養基中，使用半胱氨酸、抗壞血酸、PVP 等抗氧化劑能夠較為有效地避免或減輕很多外植體的褐變現象。另外使用 0.1%～0.5% 的活性炭對防止褐變也有較為明顯的效果。連續轉移，對容易褐變的材料可間隔 12～24 小時的培養后，再轉移到新的培養基上，這樣經過連續處理 7～10 天后，褐變現象便會得到控制或大為減輕。

16. 材料玻璃化問題

植物材料不斷地進行離體繁殖時，有些培養物的嫩莖、葉片往往會呈半透明狀，呈水跡狀，這種現象通常稱為玻璃化。玻璃化為試管苗的生理失調癥，試管苗生長緩慢、玻璃化的嫩莖不宜誘導生根，繁殖系數有所下降。當培養基上細胞分裂素水平較高時，容易出現玻璃化現象。愈傷組織的玻璃化問題主要表現在培養過程中愈傷組織松散，脆易碎。葉子或是長出的愈傷一段時間后在其周圍出現水漬化，繼而影響整個培養基。

防治措施: 在培養基中添加少量聚乙烯醇、脫落酸等物質，降低培養基中細胞分裂素含量及含氮化合物的用量，選用低 NH4 +水平的 B5 培養基，都能夠在一定程度上減輕玻璃化的現象發生。增加光照，對減輕試管苗玻璃化的現象有明顯的作用；在培養基中添加活性炭、馬鈴薯汁、間本三酚等可有效的減輕和防止玻璃化。

17. 材料水浸狀、變色、壞死、莖斷面附近干枯

可能原因：表面殺菌劑過量，消毒時間過長，外植體選用不當（部位或時期）。

改進措施：調換其他殺菌劑或降低濃度，縮短消毒時間，試用其他部位，生長初期取材。

18. 材料長期培養幾乎無反應

可能原因：培養基不適合，生長素的選擇和用量不當，植物激素對生長發育和生理過程的調節作用，往往不是某一種植物激素的單獨效果。環境溫度不適宜。

改進措施：更換培養基或調整培養基成分，尤其是調整鹽離子濃度；調整激素的種類與配比，增加生長素用量，例如使用人工合成的生長素類似物 2，4 -D 等可有效促進細胞分裂和伸長，新器官的分化和形成；調整培養溫度等環境條件。

19. 愈傷組織生長過旺疏松

可能原因： 由于培養基中激素添加過量，培養室溫度偏高，礦物質等無機鹽含量不當等因素引起的。

改進措施：根據不同的品種、不同組織、不同器官，應適當減少激素用量，適當降低培養溫度，調整無機鹽（尤其是銨鹽）含量，適當提高瓊脂用量增加培養基硬度，避免愈傷組織生長過旺和疏松現象發生。

20. 愈傷組織生長緩慢太緊密

可能原因：細胞分裂素和生長素的用量過多，糖濃度過高。

改進措施：減少細胞分裂素用量，調整細胞分裂素與生長素比例，降低糖濃度。

21. 愈傷組織分化率低，畸形，分化出的芽多為葉狀芽或叢芽，芽生長困難，不易成苗。培養時間長時，再次愈傷組織化

可能原因：生長素用量偏高，溫度偏高。

改進措施：減少生長素用量，可以通過分化培養時在培養基中添加 GA3（濃度在 0.5～2 mg/L 之間）解決，并適當降低愈傷組織的培養溫度。

22. 叢生苗過于細弱，不適于生根或移栽

可能原因：細胞分裂素濃度過高或赤霉素使用不當，產生過多的不定芽；溫度過高，光照短，光強不足；不及時的轉移和分切，生長空間小。

改進措施：減少細胞分裂素用量，免用赤霉素；延長光照時間，增強光照；及時轉接；降低接種密度；更換透氣的封口膜等。

23. 組織培養過程中出現黃化

引起黃化的主要原因是培養基中 Fe 的含量不足，各種礦質營養不均衡；培養環境通氣不良，瓶內有害氣體積累（乙烯、氨氣、甲醛）等會引起植物材料黃化脫落；激素配比不當；糖用量不足或長時間不轉移；pH 值變化過大；培養溫度不適；光照不足等。

改進措施：改善組培條件，在配制培養基過程中檢查儀器設備是否準確；降低組培苗的接種密度，及時轉接培養物；使用透氣的封口膜改善瓶內通氣狀況；適當調節 pH 值、激素配比和無機鹽濃度；控制培養室內溫度，適當增加光照。

24. LED 光源在植物組織培養中的選擇

光是植物生長中最重要的環境因子之一，并不是所有的光都有助于植物的光合作用。LED 光源 460nm 左右的藍光和 660nm 左右的紅光是植物最需要的光波，對植物的生長發育起著關鍵性的作用。

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